当前位置:
结肠炎

结肠炎疾病介绍


炎症性肠炎(Inflammatory Bowel Disease,IBD)是结肠非特异性慢性炎症性疾病,包括溃疡性结肠炎(ulcerative colitis,UC)和克罗恩病(Crohn’s disease,CD),UC是涉及多种疾病相互作用的复杂疾病,其发病因素包括外在因素和内在因素,例如环境触发因素、遗传易感性和免疫异常对肠道菌群的反应。病变部位主要在结肠黏膜,弥漫性分布,经常发作部位主要在乙状结肠和直肠;临床上以腹痛、腹泻及脓血便为主要表现。结肠炎主要具有慢性,复发性,器官特异性炎性状态等特点。


结肠炎动物模型


目前已经开发出动物模型,主要可以分为以下几类:

葡聚糖硫酸钠(DSS)诱导的IBD模型

造模机制:DSS诱导小鼠肠炎模型是目前应用最广泛的化学诱导小鼠IBD模型。通过在饮用水中溶解DSS诱导急性溃疡性肠炎或慢性结肠炎,破坏小鼠肠道上皮细胞,非特异性免疫细胞释放细胞因子,最终导致粘膜屏障完整性被破坏。虽然该模型最早的改变是结肠隐窝逐渐破裂,但在后期恢复阶段,巨噬细胞和分化的CD4+T细胞在肠黏膜固有层基础部分的伤口愈合区变得更加突出。动物表现出明显的体重减轻、稀便、便血等症状,其临床症状和病理特征与人类溃疡性结肠炎非常相似。

模型特点:DSS所致的UC模型的特点取决于以下几个因素,具体包括DDS 剂量(通常为 1%~5%)、持续时间(急性或慢性)、动物种属(C3H/HeJ 和BALB/ c小鼠更易受感染)、动物的性别(雄性小鼠更易受感染),以及动物的微生物环境(在无菌(GF)级或无特定病原体(SPF)级环境下受感染不同。据报道,DSS引起的UC模型应用于化合物、基因/细胞治疗和微生物干预的药效学研究并获得较好的效果。

造模方法:DSS造模方法简单,通常采用2.0%~5.0%DSS水溶液供造模组小鼠自由饮用7天,对照组小鼠则饮用正常高压灭菌水以造急性结肠炎。

给造模组动物饮用2.0%~5.0%DSS溶液7天,第8天将DSS溶液更换为正常饮用水,持续14天后,重复前面的步骤2-4次以造慢性结肠炎。


恶唑酮(OXZ)或三硝基苯磺酸(TNBS)诱导的IBD模型

造模机制:OXZ和TNBS均具有半抗原性质,可诱导T细胞介导的免疫反应。细胞介导的2型(Th2)免疫反应,白细胞介素-4(IL-4)和白细胞介素-5(IL-5)的产生明显增加,并伴有体质量减轻、腹泻、溃疡和大肠上皮细胞减少。

模型特点:TNBS诱导以IL-12驱动的TH1反应为主,形成横向进展的炎症,导致透壁结肠炎,TNBS可诱导克罗恩氏病(CD)的临床前模型。恶唑酮诱导的免疫反应是Th2介导的,会导致弥漫性结肠炎症。用于研究皮肤中的迟发型超敏反应,也用于评估靶向Th2介导机制的药物。

造模方法:小鼠背部脱毛,涂抹1%的TNBS溶液150μL预致敏,七日后麻醉后小鼠,将导管插入直肠4cm,将100μL的1.5%TNBS缓慢注射进入小鼠直肠内,倒置1min,以防止结肠内液体流出,造模后通过DAI评分判定造模情况。


醋酸诱导的IBD模型

造模机制:直肠内注射稀醋酸可以对黏膜上皮造成化学损伤,导致上皮坏死、血管损伤而使血管通透性增加,从而诱发IBD表型。

模型特点:该模型导致直肠溃疡和黏膜损伤有时可延伸到肠黏膜固有层,在小鼠模型中在几天内开始愈合,但在大鼠模型中需要几周。醋酸所致结肠炎的优点是成本低,给药方便。

造模方法:大鼠麻醉后,将导管插入直肠6-8cm,缓慢注入4%醋酸,保持接触30s,然后用5ml生理盐水冲洗2次,倒置30秒,以防止结肠内液体流出。


基因修饰IBD动物模型

近年来随着转基因和基因敲除技术的发展,可以通过基因工程进行造模的优点是靶点针对性强,可以通过特定的靶点(如免疫相关和肠道黏膜屏障相关)设计相应的IBD动物模型。


IL-7转基因(Tg)小鼠模型

IL-7Tg小鼠在8~12周龄出现直肠脱垂和间歇性肠道出血,直肠侵蚀、杯状细胞丢失和偶见隐窝脓肿。黏膜淋巴细胞IL-7R的上调与UC的进展有关。因此,通过IL-7 Tg小鼠模型有助于了解T细胞介导的结肠炎发病机制,可为针对T细胞功能靶点的干预治疗提 供理论依据。


T cell receptor α(TCRα)基因敲除(KO)小鼠模型

TCRα KO小鼠自发地发展为慢性结肠炎,该模型是由Th2型免疫反应介导,与人UC相似,其炎症模式主要局限于结肠黏膜。在SPF环境中饲养的 TCRα KO小鼠出现自发性结肠炎 ,但在GF或普通环境(conventional,CV)中则不发生。当SPF出生的TCRα KO小鼠随后转移到CV环境中时,小鼠轻度结肠炎的症状出现减轻。这支持了早期生活暴露于环境微生物可以防止以后生活中的结肠炎风险的假说。


Wiskott-Aldrich综合症蛋白(WASP)KO 小鼠模型

与人类WASP缺乏相似,129 SvEv背景的WASP KO小鼠从4月龄时出现自发性结肠炎,在6月龄时可观察到完全外显率,该模型炎症与人类UC相似,研究发现WASP KO小鼠先天免疫细胞在破坏黏膜调节中也起着重要作用。该模型用于研究IBD发病机制的优势是Th2型细胞因子升高,与人类疾病相似,有相同基因缺陷的一部分患者也患有结肠炎,均存在调节性 T 细胞和天然免疫细胞功能异常。


multi-drug resistance gene-1a,(Mdr1a)KO 小鼠模型

Mdr1a KO小鼠在SPF环境下饲养约有25%动物在8~36周龄时发生结肠炎,而在GF环境中不发生。该模型的组织学表现包括黏膜增厚和杯状细胞丢失,同时伴有结肠内的隐窝脓肿和溃疡。


IL-2 KO 小鼠模型

IL-2 KO小鼠在4周龄前,存活和发育正常,此后死亡率达50%。其余鼠在CV环境中饲养至6周龄时,出现外显率为100%的结肠炎症但在GF环境中不出现。这种炎症的临床症状和组织学特征与人UC有明显的相似之处,包括隐窝脓肿、溃疡和杯状细胞丢失。SPF环境下小鼠只在17~20周龄时才开始出现结肠炎症。


Gαi2 KO小鼠模型

Gαi2 KO小鼠在5~7周表现出明显的致死性弥漫性结肠炎表型,与UC 具有相似的临床表现和组织病理学特征,包括结肠增厚、淋巴细胞和中性粒细胞浸润、隐窝和杯状细胞丢失以及隐窝脓肿。


派思维新急性结肠炎模型案例分享


Case Study: DSS induced IBD model

Aim:To validate the effect of CsA on DSS induced IBD model in C57BL/6 mice.
Animal:C57BL/6 mice, female, 6 - 8 weeks,18-20g.
Reagent:DSS , CsA



参考文献

[1] Goyal N, Rana A, Ahlawat A, et al. Animal models of inflammatory bowel disease: A review [J]. Inflammopharmacology, 2014, 22(4): 219-233.

[2] Chow D K L, Leong R W L, Tsoi K K F, et al. Long-term follow-up of ulcerative colitis in the Chinese population [J]. Am J Gastroenterol, 2009, 104(3): 647-654.

[3] Ikeda M, Takeshima F, Isomoto H, et al. Simvastatin attenuates trinitrobenzene sulfonic acid-induced colitis, but not oxazalone-induced colitis [J]. Dig Dis Sci, 2008, 53(7): 1869-1875.

[4] Shinohara T, Nemoto Y, Kanai T, et al. Upregulated IL-7 receptor α expression on colitogenic memory CD4+ T cells may participate in the development and persistence of chronic colitis [J]. J Immunol, 2011, 186(4): 2623- 2632.

[5] Willis C R, Seamons A, Maxwell J, et al. Interleukin-7 receptor blockade suppresses adaptive and innate inflammatory responses in experimental colitis [J]. J Inflamm (Lond), 2012, 9(1): 39.

[6] Willis C R, Seamons A, Maxwell J, et al. Interleukin-7 receptor blockade suppresses adaptive and innate inflammatory responses in experimental colitis [J]. J Inflamm (Lond), 2012, 9(1): 39.

[7] Klein C, Nguyen D, Liu C H, et al. Gene therapy for Wiskott-Aldrich syndrome: Rescue of T-cell signaling and amelioration of colitis upon transplantation of retrovirally transduced hematopoietic stem cells in mice [J]. Blood, 2003, 101(6): 2159-2166.

[8] Tuin A, Poelstra K, de Jager-Krikken A, et al. Role of alkaline phosphatase in colitis in man and rats [J]. Gut, 2009, 58(3): 379-387.

[9] Cruickshank S M, English N R, Felsburg P J, et al. Characterization of colonic dendritic cells in normal and colitic mice [J]. World J Gastroenterol, 2005, 11(40): 6338-6347.

[10] Chateau T, Feakins R, Marchal-Bressenot A, et al. Histological remission in ulcerative colitis: Under the microscope is the cure [J]. Am J Gastroenterol, 2020, 115 (2): 179-189 [11]

[11] Bilsborough J, Fiorino M F, Henkle B W. Select animal models of colitis and their value in predicting clinical efficacy of biological therapies in ulcerative colitis [J]. Expert Opin Drug Discov, 2021, 16(5): 567-577. [13]

[12] Lin J, Hackam D J. Worms, flies and four-legged friends: the applicability of biological models to the understanding of intestinal inflammatory diseases [J]. Dis Model Mech, 2011, 4(4): 447-456.

[13] Sumona Bhattacharya, Raymond K. Cross, An Overview of Novel and Emerging Therapies for Inflammatory Bowel Disease[J]. EMJ Gastroenterol. 2020;9(1):91-101.

[14] Grossberg LB, Papamichael K, Cheifetz AS. Review article: emerging drug therapies in inflammatory bowel disease[J]. Aliment Pharmacol Ther. 2022Apr;55(7):789-804.

   Back